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血壓和心電圖是重要的生理指標。動物血壓、心電圖的測量方法與技術是機能實驗教學所要求的基本的技能之一，也是心血管生理學、藥理學研究所必備的實驗技術之一。

本節主要介紹常用動物血壓、室內壓及心電圖的測量方法與技術。

一、清醒大鼠的血壓測定

清醒大鼠的血壓測定有多種方法。按是否進行手術分為有創和無創；按測定方式分為直接和間接，一般直接法都是有創的。

直接法又分為導管法和換能器埋入腹腔遙測法，前者插入大鼠動脈的導管通過換能器與記錄系統有連接，測量時清醒大鼠的活動受一定的限制，后者插入動脈的導管、換能器與記錄系統無任何連接，測量時大鼠可自由活動。

間接法一般是無創的，間接法有多種，常用的有鼠尾容積測壓法和大鼠尾動脈脈搏測壓法等等。目前，清醒大鼠血壓測定方法多為大鼠尾動脈脈搏測壓法。下面主要介紹大鼠尾動脈脈搏測壓方法。

1. 基本原理　大鼠尾部加壓超過收縮壓時，脈搏消失，壓力減至收縮壓時，脈搏出現，繼續減壓至舒張壓時，脈搏恢復加壓前的水平，通過檢測這種脈搏變化時的瞬間壓力，即為血壓值。

2. 實驗動物與器材　大鼠，體重150～300g；尾動脈測壓系統，系統由包括尾動脈測壓儀、脈搏傳感器、加壓尾套、尾部加熱器及動物固定裝置等組成。

3. 實驗方法與步驟　不同廠家，不同型號的尾動脈測壓系統操作步驟上有些小的差異，但基本操作步驟是一致的。

（1）大鼠固定和加溫：加溫采用大鼠全身或鼠尾局部加溫。固定一般采用有機玻璃制成的固定器。

（2）確定起始脈搏水平：將加壓尾套、脈搏換能器依次套在鼠尾合適位置。

（3）測定血壓：用橡皮球充氣加壓，使加壓尾套內的壓力升高至脈搏完全消失，在繼續加壓20mmHg左右，然后緩慢放氣減壓至脈搏信號恢復起始水平，此時可以從測壓儀上或記錄系統中讀取收縮壓、舒張壓、平均動脈壓和心率等。一般連測三次，取其平均值作為一個測量值。

4. 注意事項

（1）由于被測清醒大鼠活動受到限制，制動應激可影響血壓準確性，為降低這種影響，一定要在正式實驗前訓練大鼠，使之適應測壓環境和操作，除此之外，動物保溫也可以使動物安靜。

（2）溫度影響大鼠尾動脈的舒張，因此，在測量時大鼠的尾部應適當加溫。一般控制在34℃左右。持續時間以10min為宜。

（3）實踐發現，加壓尾套的寬度和位置影響測量值，加壓尾套太小所測血壓值偏高，其寬度太大則相反。因此，應根據動物體重大小選擇適當寬度加壓尾套。體重小于150g，加壓尾套一般應以1.5cm為宜，體重在200g左右的以2.0cm為宜 ，體重大于300g以2.5～2.8cm為宜。

加壓尾套距鼠尾根部越遠，血壓值越低，以放在大鼠尾根部為宜。且每次測量必須放置同一位置。

（4）減壓速度可影響測壓值，故放氣時盡可能恒速。

二、麻醉大鼠動脈血壓的測定（直接測定法）

麻醉大鼠動脈血壓測定的常用方法有兩種：一是采用頸總動脈插管測量血壓，二是采用股動脈插管測量血壓。

1. 實驗動物與器材　家兔，體重為2kg左右；大鼠，體重為200～250g左右。20%氨基甲酸乙酯（Urethane）注射液或者1.5%戊巴比妥鈉（Phentobarbital Sodium）注射液，1%普魯卡因注射液，0.3%肝素生理鹽水注射液，常用實驗器械一套，家兔或者大鼠實驗臺一個，用于家兔或者大鼠的聚乙烯醫用塑料導管（家兔用導管外徑為2mm，內徑為1.5mm；大鼠用導管外徑為1mm，內徑為0.8mm），壓力換能器及其多通道生理信號采集記錄儀器。

2. 實驗方法與步驟

（1）頸總動脈測量動脈血壓：取體重為200～250g左右的大白鼠，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥鈉注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，頸總動脈分離（見本章第七節基本手術操作）分離出一側的頸總動脈約2cm。插管前將導管和壓力換能器內充滿0.3%肝素生理鹽水注射液，排走氣泡，并且準備好記錄儀器。然后先將頸總動脈遠心端結扎，近心端用動脈夾夾住，在遠心端結扎處的動脈壁上用眼科剪刀以45°角度剪口，將準備好的頸總動脈插管向近心端插入約1cm，用近心端的穿線結扎動脈血管和導管，松開動脈夾將導管再送入約1cm左右，即可看到動脈的血壓波形，再用遠心端的結扎線結扎固定插管，等動物穩定5min左右，就可以開始實驗內容了。

（2）股動脈測量動脈血壓：取體重為200～250g左右的大白鼠，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥鈉注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待動物被麻醉后，（見本章第七節基本手術操作）分離出約1cm左右。同樣插管前將動脈插管和壓力換能器內充滿0.3%肝素生理鹽水注射液，排走氣泡，并且準備好記錄儀器。然后先將股動脈遠心端結扎，近心端用動脈夾夾住，或者用近心端的穿線輕輕提起血管，阻斷血流。在遠心端結扎處的動脈壁上用眼科剪刀以45°角度剪口，將準備好的動脈插管向近心端插入約0.5cm，松開動脈夾，或者松開近心端的提線，將插管再送入約1cm左右，用近心端的穿線結扎動脈血管和插管，即可看到股動脈的血壓波形，再用遠心端的結扎線結扎固定插管，等動物穩定5min左右，就可以開始實驗內容了。

3. 指標及含義　反映動脈血壓變化的指標有三個，它們是：收縮壓（systolic blood pressure，SBP）、舒張壓（diastolic blood pressure，DBP）、平均動脈壓（mean blood pressure, MBP）

4. 注意事項　經頸總動脈插管測量血壓的方法，頸部手術的操作要輕巧，用血管鉗鈍性分離肌肉組織，用玻璃分針分離迷走神經和頸總動脈，這樣出血少，對血管的刺激小，方便插管操作。經股動脈插管測量血壓的方法相對難度較大，因為手術視野小、股動脈血管細、分離出來的血管也短，所以操作更要求細心、輕巧。

三、麻醉家兔、大鼠中心靜脈壓的測定

中心靜脈壓（central venous pressure　CVP）是用來反映右心房內壓力變化的一個指標。右心房內壓力的變化受到兩個因素的影響：第一是上下腔靜脈回流的情況，比如大量失血或者丟失體液而發生低血容量性休克時，回心血量明顯減少，右心房內壓力會降低，中心靜脈壓降低；第二是右心室內壓力變化的情況，比如肺動脈高壓時，右心室內壓也增高，右心房內血液進入右心室受阻，右心房內壓增高，中心靜脈壓增高。

1. 實驗動物與器材　家兔，體重為2kg左右；大鼠，體重為200～250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥鈉注射液，1%普魯卡因注射液，0.3%肝素生理鹽水注射液，常用實驗器械一套，家兔或者大鼠實驗臺一個，用于家兔或者大鼠的醫用塑料導管（家兔用導管外徑為2mm，內徑為1.5mm；大鼠用導管外徑為1mm，內徑為0.8mm，比較柔軟的塑料導管），水檢壓計或者壓力換能器及其多通道生理信號采集記錄儀器。

2. 實驗方法與步驟　取體重為2kg左右的家兔，用20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg或者1.5%戊巴比妥鈉注射液2ml/kg，耳緣靜脈注射麻醉，待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，頸部剪毛，用手術剪刀剪開頸部正中的皮膚，用血管鉗鈍性分離右側皮下組織，即可看到頸外靜脈（有兩個分支），用血管鉗小心地分離出兩個分支融合在一起的血管約2cm，分別在遠心端和近心端穿兩條手術線備用，先將遠心端結扎，輕輕提起遠心端結扎線，用眼科剪刀在靜脈壁上以45°角度剪口，將充滿生理鹽水的水檢壓計的導管或者壓力換能器的導管向近心端方向插入大約4cm左右即可。然后用近心端的手術線輕輕結扎血管和導管，再用遠心端的手術線輕輕結扎固定導管。打開水檢壓計的導管或者壓力換能器的三通開關，就可以看到中心靜脈壓的波動變化。

3. 指標及含義　中心靜脈壓（CVP cmH2O）主要用于監測右心房壓力的變化，評價體循環有效循環血容量的情況，或者是右心室壓力變化的情況。

4. 注意事項　因為靜脈壁比較薄，所以分離時一定要小心輕巧，用玻璃分針鈍性分離，并且將管壁上的筋膜組織分離干凈。剪開靜脈壁插口時，原來充盈的靜脈會立即塌陷變扁，插管時用眼科小鑷子或者用針頭彎制的小拉鉤，提起剪口就可以容易地將導管插進去了。

四、麻醉家兔、大鼠左室內壓（LVP）與左室內壓變化速率（±dp/dtmax）的測定

心臟左心室內壓（left ventricular pressure LVP）及其變化速率，是反映和評價左心室收縮功能與舒張功能的重要指標，不論是在臨床的心導管檢測，還是在基礎醫學的實驗教學與科研中經常要用到這一測量方法。一般情況下，家兔、大鼠均采用通過頸總動脈插管到達心臟左心室的方法，即可獲得反映左心室收縮功能與舒張功能的指標，而且操作簡便、易行。另外大鼠還可以采用經左心室心尖部插管到達左心室，測量反映左心室收縮功能與舒張功能指標的方法。這一測量方法，可以在測量左心室收縮功能與舒張功能的同時，還可獲得心臟泵功能的指標。這種方法需要進行開胸手術，暴露心臟，因此要用小動物人工呼吸機輔助呼吸。

1. 實驗動物與器材　家兔，體重為2kg左右；大鼠，體重為200～250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥鈉注射液，1%普魯卡因注射液，0.3%肝素生理鹽水注射液，常用實驗器械一套，家兔或者大鼠實驗臺一個，用于家兔或者大鼠的聚乙烯醫用塑料導管（家兔用導管外徑為2mm，內徑為1.5mm；大鼠用導管外徑為1mm，內徑為0.8mm），壓力換能器及其多通道生理信號采集記錄儀器。

2. 實驗方法與步驟

（1）取家兔一只，稱體重，采用經耳緣靜脈注射20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg，或者1.5%戊巴比妥鈉注射液2ml/kg的麻醉方法，注射速度不要太快。待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，頸部剪毛，做好手術準備。可以用1%普魯卡因注射液2ml在頸部正中的皮下進行局部浸潤麻醉，用手術刀切開頸部正中的皮膚（大鼠用手術剪刀剪開），用血管鉗鈍性分離皮下組織和覆蓋在氣管上面的肌肉，暴露出氣管。在氣管的左右兩側，就可以看到紅顏色的頸總動脈和白色的迷走神經同在一個鞘膜里，通常選擇右側頸總動脈插管到左心室。用血管鉗輕巧地打開鞘膜，分離出右側的頸總動脈2～4cm，分別在遠心端和近心端穿兩條手術線備用。插管前將導管和壓力換能器內充滿0.3%肝素生理鹽水注射液，排走氣泡，并且準備好記錄儀器。然后先將頸總動脈遠心端結扎，近心端用動脈夾夾住，在遠心端結扎處的動脈壁上用眼科剪刀以45°角度剪口，將準備好的頸總動脈導管向近心端插入約2cm，用近心端的穿線結扎動脈血管和導管，但是不要太緊，使得導管可以繼續插入。松開動脈夾將導管再送入約2cm左右，記錄一段頸總動脈的血壓波形。用左手指捏著剪口處的血管和插管，用右手輕輕地將導管向心臟方向送下，導管經過頸總動脈、主動脈弓到達主動脈瓣膜口時，血壓的波幅會有些變大，手指可以明顯地感受到心臟的跳動，這時繼續送下導管，即可進入左心室、記錄出左心室內壓和左心室內壓變化速率的波形，見圖9-40。根據記錄波形的情況，輕輕調整一下導管的位置，然后將近心端的穿線扎緊，再用遠心端的結扎線結扎、固定導管，即可進行實驗內容。

（2）大鼠經左心室心尖部插管的方法：取大鼠一只，稱體重，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥鈉注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，頸部、胸部剪毛。用手術剪刀剪開頸部正中的皮膚，用血管鉗鈍性分離皮下組織和覆蓋在氣管上面的肌肉，暴露出氣管，進行氣管插管，打開人工呼吸機進行人工呼吸。做開胸手術，沿胸骨正中剪開皮膚，緊貼胸骨左緣剪開第5、第4、第3、第2肋骨，用燒灼器燒灼止血，進入胸腔，調整人工呼吸機的潮氣量到雙側肺臟膨起適度為止。用小拉鉤拉開切口，打開心包膜，用眼科縫合針在左心室心尖處做一個荷包縫合圈，在準備好的心室導管口1cm處結扎一條短絲線，然后將與壓力換能器連接好的導管直接插入心尖處的荷包縫合圈內，結扎荷包縫合線，并且與導管口上結扎線固定在一起，這樣導管就不會從心尖處滑脫，即可記錄出左心室內壓和左心室內壓變化速率的波形，見圖9-41。

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? 3. 指標及含義　心臟左心室內壓及其變化速率，是反映和評價左心室收縮功能與舒張功能的重要指標。經頸總動脈插管或者經左心室心尖部插管到達左心室的方法，可以獲得如下指標：左心室收縮壓（left ventricular systolic pressure, LVSP）、左心室舒張壓（left ventricular diastolic pressure, LVDP）、左心室舒張末壓（left ventricular end-diastolic pressure, LVEDP），左心室內壓最大上升速率（+dp/dtmax）、左心室內壓最大下降速率（-dp/dtmax）、心率（heart rate, HR）。還可以獲得動脈血壓（BP）的指標，包括動脈收縮壓（systolic blood pressure, SBP）、動脈舒張壓（diastolic blood pressure, DBP）和平均動脈壓（mean blood pressure, MBP）。在這些指標中，左心室收縮壓、左心室內壓最大上升速率，主要反映左心室的收縮功能；左心室舒張壓（LVDP）、左心室舒張末壓（LVEDP）和左心室內壓最大下降速率，主要反映左心室的舒張功能。

4. 注意事項　經頸總動脈插管，導管口一定不要太尖，尤其是選用大鼠做實驗時，否則容易插破血管壁，發生大出血。插管前用液體石蠟涂抹插管的外壁，這樣阻力小，容易將導管送入左心室。此外，在插管過程中，如果原來波幅較大的血壓波形，突然變小或者成為一條直線，可能是導管口抵在了動脈血管壁上，或者是抵在了主動脈瓣膜上，這時應該輕輕后退一點導管，或者轉動一下導管方向，使原來的血壓波形出現后再繼續送入即可進入左心室。切記沒有血壓波形顯示時，不要硬行送下，這樣容易插破血管壁。而采用經左心室心尖部插管時，導管口一定要尖，這樣才容易穿透左心室壁，進入左心室腔內。

五、麻醉家兔、大鼠右室內壓的測定　

心臟右心室內壓（right ventricular pressure, RVP）的變化，主要反映右心室的收縮與舒張功能。右心室收縮與舒張功能的改變受到兩個方面因素的影響，一是右心室心肌自身收縮、舒張性能的改變，二是肺循環內壓力的變化，比如肺動脈高壓（pulmonary hypertension）時。一般情況下，是用特制的塑料導管，從右側頸外靜脈插入，送到上腔靜脈，進入右心房，再進入右心室，進行右心室內壓的測定，這一測量方法有一定的難度。

1. 實驗動物與器材　家兔，體重為2kg左右；大鼠，體重為200～250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥鈉注射液，1%普魯卡因注射液，0.3%肝素生理鹽水注射液，常用實驗器械一套，家兔或者大鼠實驗臺一個，壓力換能器及其多通道生理信號采集記錄儀器。用于家兔或者大鼠、比較柔軟的塑料導管（家兔用導管外徑為2mm，內徑為1.5mm；大鼠用導管外徑為1mm，內徑為0.8mm），經過特殊的加工處理，使導管的管頭部分有一定的彎度（圖9-42）。

2. 實驗方法步驟　取大鼠一只，稱體重200~250g左右，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥鈉注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，頸部剪毛。用手術剪刀剪開頸部正中的皮膚，分離右側皮下組織，即可以看到頸外靜脈。用眼科鑷輕巧地分離出長度約為1cm左右的靜脈血管，分別在遠心端和近心端穿兩條手術線備用。插管前將塑料導管和壓力換能器內充滿0.3%肝素生理鹽水注射液，排走氣泡，將記錄儀顯示的壓力量程調節到0～50mmHg的范圍。然后先將頸外靜脈遠心端結扎，輕輕提起近心端手術線，在遠心端結扎處的靜脈壁上用眼科剪刀以45°角度剪口，將特制的塑料導管插入頸外靜脈，用近心端手術線結扎血管及導管，但是不要太緊，使導管可以繼續插入。在記錄儀上觀察靜脈壓力的波形。繼續緩慢地將導管送入，就可以到達右心房，看到右心房內壓力的波形，幅度約0～5mmHg左右。在導管從右心房進入右心室時，由于管頭部分彎度的合適程度不同，有時候很容易進入右心室，看到與右心房內壓力波形完全不同的右心室內壓力波形，幅度范圍在0～25mmHg左右，見圖9-43。有時候則很難進入右心室，需要多試幾次才行。

3. 指標及含義　由于右心室與肺循環密切相關，因此多數情況下，右心室內壓（RVP）的變化，主要用來反映和評價肺循環功能的變化。比如肺源性心臟病患者，就是由于長期、慢性的肺部疾患，引起肺動脈壓力增高，累及右心室壓力也增高，當受累嚴重到右心失去代償能力時，還可以發生心力衰竭。因此右心室壓力的變化，是反映和評價肺循環功能變化的重要指標。

4. 注意事項　從右側頸外靜脈插管到達右心室，進行右心室內壓測定的方法，導管管頭部分適當的彎度是非常重要的一個環節。彎度小了，導管容易在右心房內滑入下腔靜脈；而彎度太大時，導管可能會在右心房內打圈而不能進入右心室。

六、麻醉家兔、大鼠肺動脈壓的測定

肺動脈壓（pulmonary artery pressure PAP）的變化，主要反映肺循環及肺功能的變化，還可以間接地反映左心功能的變化。比如肺部疾患時，肺毛細血管內壓改變，引起肺動脈壓力改變。另外臨床上還通過測量肺動脈毛細血管內壓，又稱為肺動脈楔壓（pulmonary artery wedge pressure, PAWP），來觀察左心功能的情況。這一方法操作過程是在右心室內壓測量方法的基礎上進行的。依然是用特制的塑料導管，從右側頸外靜脈插入，送到上腔靜脈，進入右心房、進入右心室，再進入肺動脈，進行肺動脈壓的測定。因為插管要進入右心房、右心室，再進入肺動脈，因此這一測量方法有一定的難度。

1. 實驗動物與器材　家兔，體重為2kg左右；大鼠，體重為200～250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥鈉注射液，1%普魯卡因注射液，0.3%肝素生理鹽水注射液，常用實驗器械一套，家兔或者大鼠實驗臺一個，壓力換能器及其多通道生理信號采集記錄儀器。用于家兔或者大鼠、比較柔軟的塑料導管（家兔用導管外徑為2mm，內徑為1.5mm；大鼠用導管外徑為1mm，內徑為0.8mm），經過特殊的加工處理，使插管的管頭部分有一定的彎度。

2. 實驗方法與步驟（以大鼠為例）　取大鼠一只，稱體重200～250g左右，用20%氨基甲酸乙酯注射液0.5ml/100g或者1.5%戊巴比妥鈉注射液0.2ml/100g，腹腔注射麻醉，待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，頸部剪毛。用手術剪刀剪開頸部正中的皮膚，分離右側皮下組織，即可以看到頸外靜脈。用眼科鑷輕巧地分離出長度約為1cm左右的靜脈血管，分別在遠心端和近心端穿兩條手術線備用。插管前將塑料導管和壓力換能器內充滿0.3%肝素生理鹽水注射液，排走氣泡，將記錄儀顯示的壓力量程調節到0～50mmHg的范圍。然后先將頸外靜脈遠心端結扎，輕輕提起近心端手術線，在遠心端結扎處的靜脈壁上用眼科剪刀以45°角度剪口，將特制的塑料導管插入頸外靜脈，用近心端手術線結扎血管及導管，但是不要太緊，使導管可以繼續插入，在記錄儀上觀察靜脈壓力的波形。繼續緩慢地將導管送入，就可以到達右心房，看到右心房內壓力的波形，幅度約0～5mmHg左右。繼續插管到右心室，出現右心室內壓力波形，幅度范圍在0～25mmHg左右，見圖9-44（a）。再繼續插管，就可以進入肺動脈，出現肺動脈壓波形，收縮壓高度與右心室內壓高度相同，舒張壓高度在10～15mmHg左右，見圖9-44（b）。

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3. 指標及含義　肺動脈壓的變化，主要反映肺循環及肺功能的變化，是評價肺功能的一個重要指標。其次由于肺循環與左心房密切相關，臨床上經常采用通過測量肺動脈楔狀壓的變化，監測左心房壓力的變化，間接地反映左心功能的情況，因此也是評價左心功能的一個重要指標。

4. 注意事項　從右側頸外靜脈插管到達右心房，進入右心室，再進入肺動脈，進行肺動脈壓測定的方法，導管管頭部分適當的彎度依然是非常重要的一個環節。彎度小了，導管容易在右心房內滑入下腔靜脈；而彎度太大時，導管可能會在右心房內或者在右心室內打圈而不能進入肺動脈內。

七、麻醉家兔、大鼠心電圖的測定

心電圖是反映心臟電活動變化的圖形，經常用到的是體表心電圖（electrocardiogram，ECG）。體表心電圖是通過導聯線與四肢電極、胸電極連接采集的心電信號。有兩種記錄方式：全導聯心電圖記錄和標準Ⅱ導聯心電圖記錄。全導聯心電圖記錄包括標準肢體導聯、加壓肢體導聯、胸導聯共12個記錄，多用于臨床檢測、評價心臟疾病的情況。而標準Ⅱ導聯心電圖記錄經常用于實驗過程中對心律變化進行監測或者復制心肌缺血模型時的監測。一般情況下，動物實驗心電圖只連接四肢電極，分別是：右上肢紅色，左上肢黃色，左下肢綠色，右下肢黑色，記錄標準肢體導聯Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ和加壓肢體導聯aVL、aVR、aVF六個心電圖形。標準Ⅱ導聯心電圖只記錄導聯Ⅱ的圖形。

1. 實驗動物與器材　家兔，體重為2kg左右；大鼠，體重為200～250g左右。20%氨基甲酸乙酯注射液或者1.5%戊巴比妥鈉注射液，心電圖儀或者多通道生理信號采集記錄儀器。

2. 實驗方法與步驟　取家兔一只，稱體重，采用經耳緣靜脈注射20%氨基甲酸乙酯注射液5ml/kg，或者1.5%戊巴比妥鈉注射液2ml/kg的麻醉方法，注射速度不要太快。待動物被麻醉后，將其固定在實驗臺上，按照右上肢紅色，左上肢黃色，左下肢綠色，右下肢黑色的連接方式，將電極針插入動物四肢的皮下，連接好導聯線，即可進行心電圖的記錄。

3. 指標及含義　從心電圖上獲得的指標主要有：P波的幅度，QRS波的時間，P-R間期的時間，R-R間期的時間，S-T段的變化，T波的變化等。P波代表心房的電活動，QRS波代表心室的電活動，P-R間期反映興奮從心房到心室傳導的情況，R-R間期反映心率的變化和節律是否整齊，S-T段的變化多反映心肌供血的情況，T波反映心室復極化的情況。

4. 注意事項　心電圖的采集、記錄，尤其是進行動物實驗，四肢電極的放置是十分重要的。一定要將電極針插到四肢的皮下，因為如果插入肌肉，就會有肌電的干擾，影響心電圖的記錄。另外，記錄心電圖時，心電圖機或者記錄儀器都要有較好的地線連接，否則會有其他電信號的干擾。

?思? 考? 題

1. 醫學實驗動物的定義是什么？

2． 實驗動物的品系按遺傳學應分哪幾類？

3. 什么是實驗動物的“3R”原則？

4． 選擇實驗動物應注意哪些原則？

5． 簡述小白鼠的捉拿方法。

6． 實驗動物一般可用幾種方法麻醉？

7． 實驗動物的給藥途徑有哪些？

8． 止血是手術操作中的重要環節，請問采用哪些方法可減少手術出血？

9． 在對家兔的實驗中，出現什么情況就可采取急救措施？簡述急救的方法。

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??????????????????????????????????????? （劉　健　杜克莘）