一、實驗動物的采血實驗動物的采血方法

實驗研究中，經常要采集實驗動物的血液進行常規質量檢測、細胞學實驗或進行生物化學分析，故必須掌握正確的采集血液的技術。采血方法的選擇，主要決定于實驗的目的和所需血量以及動物種類。

㈠大鼠、小鼠的采血方法

⒈剪尾采血

需血量很少時常用本法，如作紅、白細胞計數、血紅蛋白測定、制作血涂片等可與此法。動物麻醉后，將尾尖剪去約5mm，從尾部向尾尖部按摩，血即從斷端流出。也可用刀割破尾動脈或尾靜脈，讓血液自行流出。如不麻醉，采血量較小。采血結束后，消毒、止

血。用此法每只鼠可采血10 余次。小鼠可每次采血約0.1ml，大鼠約0.4ml。

⒉眼眶后靜脈叢采血

穿刺采用一根特制的長7～10cm硬的玻璃取血管,其一端內徑為1 ～1.5mm，另一端逐漸擴大，細端長約1cm即可，將取血管浸入1％肝素溶液，干燥后使用。采血時，左手拇指及食指抓住鼠兩耳之間的皮膚使鼠固定，并輕輕壓迫頸部兩側，阻礙靜脈回流，使眼球

充分外突，提示眼眶后靜脈叢沖血。右手持取血管，將其尖端插入內眼角與眼球之間，輕輕向眼底方向刺入，當感到有阻力時即停止刺入，旋轉取血管以切開靜脈叢，血液即流入取血管中。采血結束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。用本法在短期內可重復采血。小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠一次可采血0.5～1.0ml。

⒊頸(股)靜脈或頸(股)動脈采血

將鼠麻醉，剪去一側頸部外側被毛，作頸靜脈或頸動脈分離手術,用注射器即可抽出所需血量。大鼠多采用股靜脈或股動脈,方法是：大鼠經麻醉后，剪開腹股溝處皮膚，即可看到股靜脈，把此靜脈剪斷或用注射器采血即可，股動脈較深需剝離出，再采血。

⒋摘眼球采血 此法常用于鼠類大量采血。采血時,用左手固定動物,壓迫眼球，盡量使眼球突出，右手用鑷子或止血鉗迅速摘除眼球，眼眶內很快流出血液。

⒌斷頭采血

用剪子迅速剪掉動物頭部，立即將動物頸朝下，提起動物，血液可流入已準備好的容器中。

㈡豚鼠采血方法

⒈耳緣切口采血

先將豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳緣,切口約長0.5cm,在切口邊緣涂上20％的檸檬酸鈉溶液，防治血凝，則血可自切口處流出。此法采血每次可采0.5ml。

⒉背中足靜脈采血

固定豚鼠，將其右或左后肢膝關節伸直，腳背消毒，找出足靜脈，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手將注射針刺入靜脈，拔針后立即出血。

⒊心臟采血

用手指觸摸，選擇心跳最明顯的部位，把注射針刺入心臟，血液即流入針管。心臟采血時所用的針頭應細長些，以免發生采血后穿刺孔出血。

㈢兔的采血方法

⒈耳緣靜脈采血

將兔固定,拔去耳緣靜脈局部的被毛，消毒，用手指輕彈兔耳,使靜脈擴張，用針頭刺耳緣靜脈末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。本法為兔最常用的采血方法，可多次重復使用。

⒉耳中央動脈采血

在兔耳中央有一條較粗的、顏色較鮮紅的中央動脈。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央動脈的末端，沿著與動脈平行的向心方向刺入動脈，即可見血液進入針管。由于兔耳中央動脈容易痙攣，故抽血前必須讓兔耳充分充血，采血時動作要迅速。采血所用針頭

不要太細，一般用6號針頭，針刺部位從中央動脈末端開始，不要在近耳根部采血。

⒊頸靜脈采血

方法同小鼠、大鼠的頸靜脈采血。

⒋心臟采血

使家兔仰臥，穿刺部位在第三肋間胸骨左緣3mm處， 針頭刺入心臟后，持針手可感覺到兔心臟有節律的跳動。此時如還抽不到血，可以前后進退調節針頭的位置，注意切不可使針頭在胸腔內左右擺動，以防弄傷兔的心、肺。

㈣狗的采血方法

⒈后肢外側小隱靜脈采血：

后肢外側小隱靜脈位于后肢脛部下三分之一的外側淺表皮下，由前側方向后行走。采血時，將動物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手緊握剪毛區上部或扎緊止血帶，使下部靜脈充血，右手用連有6 號或7 號針頭的注射器刺入靜脈，左手放松，已適當速度抽血即 可。

⒉前肢背側皮下頭靜脈采血 前肢背側皮下頭靜脈位于前腳爪的上方背側的正前位。采血方法同上。

⒊頸靜脈采血

前兩種方法需技術熟練,且不適于連續采血。大量或連續采血時,可采用頸靜脈采血，方法同小鼠、大鼠的頸靜脈采血方法。

⒋股動脈采血

本法為采取動脈血最常用的方法。操作簡便，稍加訓練的狗，在清醒狀態下將狗臥位固定于狗解剖臺上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股溝三角動脈搏動的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股動脈跳動部位，并固定好血管，右手取連有5 號半針頭的注射器，針頭由動脈跳動處直接刺入血管，若刺入動脈一般可見鮮紅血液流入注射器，有時還需微微轉動一下針頭或上下移動一下針頭，方見鮮紅血液流入。有時可能刺入靜脈，必須重抽。抽血畢，迅速拔出針頭，用干藥棉壓迫止血2-3 分鐘。三)頸靜脈采血：前兩種方法需技術熟練,且不適于連續采血。大量或連續采血時,可采用頸靜脈采血，方法同小鼠、大鼠的頸靜脈采血方法。

⒌股動脈采血

本法為采取動脈血最常用的方法。操作簡便，稍加訓練的狗，在清醒狀態下將狗臥位固定于狗解剖臺上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股溝三角動脈搏動的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股動脈跳動部位，并固定好血管，右手取連有5 號半針頭的注射器，針頭由動脈跳動處直接刺入血管，若刺入動脈一般可見鮮紅血液流入注射器，有時還需微微轉動一下針頭或上下移動一下針頭，方見鮮紅血液流入。有時可能刺入靜脈，必須重抽。抽血畢，迅速拔出針頭，用干藥棉壓迫止血2-3分鐘。

二、 實驗動物的處死

當實驗中途停止或結束時，實驗者應站在實驗動物的立場上以人道的原則去處置動物，原則上不給實驗動物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安樂死。安樂死是指實驗動物在沒有痛苦感覺的情況下死去。實驗動物安樂死方法的選擇取決于動物的種類與研究的課題。

㈠蛙類

常用金屬探針插入枕骨大孔,破壞腦脊髓的方法處死。將蛙用濕布包住，露出頭部,左手執蛙，并用食指按壓其頭部前端，拇指按壓背部，使頭前俯；右手持探針由凹陷處垂直刺入，刺破皮膚即入枕骨大孔。

這時將探針尖端轉向頭方，向前深入顱腔，然后向各方攪動，以搗毀腦組織。再把探針由枕骨大孔刺入并轉向尾方，刺入椎管，以破壞脊髓。腦和脊髓是否完全破壞，可檢查動物四肢肌肉的緊張性是否完全消失。拔出探針后,用一小干棉球將針孔堵住,以防止出血。操作過程中要防止毒腺分泌物射入實驗者眼內。如被射入時，則需立即用生理鹽水沖洗眼睛。

㈡大鼠和小鼠

⒈ 頸椎脫臼法：右手抓住鼠尾用力向后拉，同時左手拇指與食指用力向下按住鼠頭。將脊髓與腦髓拉斷，鼠便立即死亡。

⒉ 斷頭法：用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉，鼠立即死亡。

⒊ 擊打法：右手抓住鼠尾,提起，用力摔擊其頭部，鼠痙攣后立即死去。或用木錘用力擊打鼠頭部也可致死。

⒋急性大出血法：可采用鼠眼眶動脈和靜脈急性大量失血方法使鼠立即死亡。

⒌藥物致死法：吸入一定量的一氧化碳、乙醚、氯仿等均可使動物致死。

㈢狗、兔、豚鼠

⒈ 空氣栓塞法

向動物靜脈內注入一定量的空氣,使之發生栓塞而死。當空氣注入靜脈后，可在右心隨著心臟的跳動使空氣與血液成泡沫狀，隨血液循環到全身。如進到肺動脈，可阻塞其分支，進入心臟冠狀動脈，造成冠狀動脈阻塞，發生嚴重的血液循環障礙，動物很快致死。一般兔、貓等靜脈內注入20～40ml空氣即可致死。每條狗由前肢或后肢皮下靜脈注入80～150ml空氣，可很快致死。

⒉ 急性失血法

先使動物輕度麻醉，如狗可按每公斤體重靜脈注射硫噴妥鈉20～30mg，動物即很快入睡。暴露股三角區，用鋒利的殺狗刀在股三角區作一個約10 厘米的橫切口，把股動、靜脈全切斷，立即噴出血液。

用一塊濕紗布不斷擦去股動脈切口周圍處的血液和血凝塊,同時不斷的用自來水沖洗流血,使股動脈切口保持暢通，動物在3～5 分鐘內即可致死。采用此種方法，動物十分安靜，對臟器無損傷，對活殺采集病理切片標本是一種較好的方法。

如果處死狗的同時要采集其血液時，則在用硫噴妥鈉輕度麻醉后，將狗固定在狗手術臺上。分離頸動脈，插一根較粗的塑料管，放低狗頭，打開動脈夾，使動脈血流入裝有抗凝血的容器內，并不斷搖晃，以防血液凝固。