1.1 抗體的酶標記及質量鑒定 本試驗采用改良過碘酸鈉法將辣根過氧化物酶標記在抗體上[1]，標記完后取上清用Sephedex G200 凝膠層析進行純化，洗脫液為0.2mol/L pH7.4的PBS，流速為15ml/h，分步收集，每支3ml，以紫外分光光度計測A280吸光度值，以洗脫體積為橫坐標，吸光值為縱坐標做圖，收集第一峰即為酶標抗體峰。 標記完后用紫外分光光度計在分別在280nm、及403nm處測定酶標記物的A值，計算免疫球蛋白量、摩爾比值、酶結合率以及標記率。 1.2 包被用緩沖液及最適包被抗原濃度的優化 1.2.1 包被緩沖液的優化 包被抗原時，為了得到最佳的包被效果，我們采用了碳酸鹽緩沖液（50mM ph9.6 ）、磷酸鹽緩沖液（50mM ph7.6）、以及TRIS鹽酸緩沖液（50 mM ph7.6）三種緩沖液作為包被液，抗原包被濃度為5ug/ml，及2.5ug/ml,酶標抗體工作濃度為1：400及1：300，用自動酶標儀分析，選擇最佳的包被緩沖液系統（表5）。同時為了保證緩沖液能夠長期保存，我們在包被液中添加了0.01%的硫柳汞作為防腐劑。 1.2.2 最適抗原包被濃度的優化

用優化好的包被緩沖液，將包被抗原（ALB）稀釋成0.1ug/ml，1.0ug/ml，2.0ug/ml，4.0 ug/ml，6.0 ug/ml，8.0 ug/ml，10.0 ug/ml等六個濃度，包被微孔板，每孔100ul；競爭抗原濃度為4.0 ug/ml，2.0 ug/ml；酶標抗體稀釋度為1：300，經孵育、顯色、終止后用自動酶標儀分析（表6）。顯色的強度在一定范圍內與包被的抗原量成正比，但隨著包被抗原濃度的增加，顯色的強度反而降低，我們選擇臨界包被值作為包被抗原量。1.3 封閉液、洗滌液及保護液的優化1.3.1 封閉液的優化采用文獻報道的方法進行封閉，其封閉液的組成為：10mM磷酸鹽緩沖液含1%的牛血清白蛋白（BSA）。1.3.2 洗滌液的配制采用文獻報道的方法配制洗滌液。1.3.2 酶標板保護液的優化酶標板經過封閉后在低溫下僅能存放2周左右，為了延長固相酶標板上抗原的穩定性，我們增加了一步保護酶標板的程序。在10mM的磷酸鹽中加入適量的糖、無關蛋白質、慶大霉素以及二價金屬離子，作為酶標板保護劑，在封閉完后加入保護液于4℃冰箱中孵育過夜，同時與未做保護的酶標板進行對照，然后將保護的及未保護的酶標板置于37烘箱中放置15天，考察保護液對酶標板的穩定性的影響。